Résultats et discussions

Les images de microscopie optique sont présentées dans la figure 2. Le corps est non segmenté, de forme ovale allongée. Les parasites adultes ont quatre paires de pattes. La longueur et la largeur moyennes des parasites femelles étaient de 1,13 mm × 0,63 mm. La microscopie électronique à balayage a révélé que le bouclier dorsal est étroit et s’amincit vers le côté postérieur pour se terminer par une pointe émoussée (Fig. 3a). Il y a 11 paires de soies pilosées sur le bouclier dorsal. La longueur des soies sur le bouclier dorsal était la même que celle des soies sur la zone environnante. La surface ventrale des acariens femelles a trois boucliers, le bouclier sternal, le bouclier génital et le bouclier anal (Fig. 3b). Le gnathosoma a un chélicère et un pédipalpe (Fig. 4a). Le chélicère est long et pointu, ce qui est très clairement visible en microscopie optique, éclairci lors du traitement au lactophénol (Fig. 2). Chaque trochanter du pédipalpe possède une quille antéroventrale. Le tritosternum est long et dentelé (Fig. 4a). Le bouclier sternal possède trois paires de soies pilosées (Fig. 4b) dont la paire antérieure est plus proche du bord antérieur du bouclier. Le bouclier génital possède une paire de soies génitales (Fig. 4b). Le bouclier anal possède trois soies. L’anus est situé dans la moitié antérieure du bouclier anal. La partie postérieure du bouclier anal comporte un grand nombre d’épines disposées en forme de V qui s’étendent juste en avant de la seta anale terminale (Fig. 4c). Les caractéristiques micro-morphologiques ci-dessus, telles qu’observées par microscopie électronique à balayage, sont conformes aux descriptions d’autres publications concernant O.bacoti Hirst, 1931 (Watson 2008 ; Soulsby 1982 ; Engel et al. 1998). Certaines caractéristiques morphologiques, telles que la pilosité, la plaque dorsale pointue caudalement, la forme typique de la plaque anale avec un anus crânien, permettent de différencier l’acarien du rat tropical d’autres parasites étroitement liés comme l’acarien rouge des oiseaux (Dermanyssus gallinae) et l’acarien nordique des oiseaux (Ornithonyssus sylvarium) (Beck et Fölster-Holst 2009). Il existe peu de rapports sur la microscopie des stades de développement du parasite. Cependant, la revue du cycle de vie de ce parasite par Engel et al. (1998) fournit des informations permettant de différencier tous les stades de développement, y compris les œufs, la larve, la protonymphe, la deutonymphe et l’adulte, sur la base de leurs caractères morphologiques, à savoir la taille et le nombre de pattes. La microscopie électronique à balayage crée une image tridimensionnelle de la structure de surface d’un objet. En raison de sa capacité de résolution plus élevée, jusqu’à 2 millions de fois, contre 1 000 à 2 000 fois en microscopie optique, la microscopie électronique permet d’étudier des structures micromorphologiques non visibles en microscopie optique. Cependant, la microscopie électronique est coûteuse et nécessite une expertise.

Plusieurs espèces d’acariens dont Sarcoptes scabiei, Notoedres cati, Cheyletiella spp, D. gallinae, O. bacoti, Ophionyssus natricis et Neotrombicula autumnalis peuvent infester la peau humaine et provoquer des symptômes (Beck et Pfister 2006). Les acariens peuvent produire un prurit ou une réaction allergique par le biais des protéines salivaires déposées pendant l’alimentation (Scharf et Daly 2003). La réaction d’hypersensibilité commune à toutes les morsures, piqûres et produits d’arthropodes est appelée urticaire papulaire (Steen et al. 2004). Les espèces d’acariens présentes chez les animaux peuvent être à l’origine d’une infestation humaine temporaire. L’une de ces infestations temporaires chez l’homme se produit dans le cas de O. bacoti, autrement connu sous le nom d’acarien du rat tropical. O. bacoti est un parasite hématophage périodique et passe relativement peu de temps sur un hôte. Lorsque le rat est piégé, ou qu’il a abandonné son espace vital, l’acarien peut provoquer une infestation à la recherche de nourriture. La présence de l’acarien du rat tropical a été signalée dans de nombreux pays, à l’exception de la région arctique et antarctique (Engel et al. 1998).

La thérapie habituelle par des agents antiparasitaires chez les patients humains n’est pas nécessaire, cependant, si elle est indiquée, un traitement symptomatique peut être fourni (Beck 2007). Différents auteurs ont rapporté l’utilisation de médicament antihistaminique (Hetherington et al. 1971), de glucocorticoïdes (Fishman 1988), de lindane (Fishman 1988) et de benzoate de benzyle à 25 % (Tika Ram et al. 1986). Dans notre cas, nous avons utilisé un traitement antihistaminique seul, seulement chez quelques patients, car la gravité des lésions rencontrées était très faible. Certains des patients présentaient des démangeaisons sévères, d’où la prescription d’un antihistaminique. Les démangeaisons ont diminué après la prise d’un antihistaminique et les lésions ont tendance à disparaître plus rapidement chez les patients qui en prennent. La guérison s’est déroulée sans incident dans un délai de 5 à 10 jours.

Dans les installations d’animaux de laboratoire, un programme d’éradication complet devrait idéalement inclure l’élimination du réservoir de rongeurs commensaux, le traitement des animaux infestés et de leur environnement. Cependant, la réinfestation ne peut être ignorée si le programme de dératisation échoue. La démolition et la rénovation des bâtiments ou le retrait des rongeurs commensaux sont des périodes particulièrement à risque et peuvent entraîner de nouvelles infestations d’acariens de rongeurs de laboratoire, car les acariens se déplacent à la recherche de nouveaux hôtes (Watson 2008). Il a également été signalé que l’acarien peut survivre de 2 semaines à plusieurs mois sans se nourrir (Baker 1998). Le programme de contrôle dans notre établissement comprenait l’éradication du réservoir de rongeurs commensaux dans l’installation d’animaux de laboratoire, l’utilisation de deltaméthrine facilement disponible (Butox vet ®), un groupe pyréthroïde si insecticide, pour traiter la colonie infestée et son environnement (Nath et al. 2013). D’autres médicaments du groupe pyréthroïde, à savoir la perméthrine, un pyréthroïde synthétique (Hill et al. 2005, Cole et al. 2005), soit seul ou en combinaison avec la deltaméthrine à libération prolongée (Watson 2008) ont été utilisés avec succès pour traiter l’infestation dans une colonie de souris de laboratoire.

Cette étude a conclu que les cas de dermatite dans le personnel travaillant dans l’installation d’animaux de laboratoire était due aux morsures d’O. bacoti qui provenaient de la colonie de souris infestées. La microscopie électronique à balayage a été utile pour confirmer l’identification du parasite sur la base des études des structures micromorphologiques. En Inde, il existe peu d’informations sur l’occurrence de l’infestation par O. bacoti et de la dermatite causée par O. bacoti. Bien qu’aucun cas enregistré ne soit disponible, le potentiel de cet acarien dans la transmission de la maladie doit être considéré sérieusement. Un traitement symptomatique, selon les besoins, peut être utile pour réduire la sévérité des démangeaisons.