Une ressource communautaire
L’ensemble complet de données immunologiques de 460 souris sauvages est fourni en tant que ressource communautaire (Données supplémentaires 1). A partir de cet ensemble, nous comparons en détail un sous-ensemble de 181 souris sauvages (100 mâles, 81 femelles) provenant d’un seul site (site HW, Fig. 1a, Tableau supplémentaire 1) avec 64 souris C57BL/6 (24 mâles, 40 femelles) élevées en laboratoire et exemptes de pathogènes. Les résultats de cette comparaison sont présentés dans les tableaux 1,2 et le tableau supplémentaire 2, ce dernier étant trop volumineux pour être intégré dans le texte principal de l’article.
Les souris sauvages sont immunologiquement différentes des souris de laboratoire
Les paramètres sérologiques et morphométriques des souris sauvages (HW) et de laboratoire (C57/BL6) sont résumés dans le tableau 1. Les souris sauvages étaient beaucoup plus petites que les souris de laboratoire (elles pesaient deux fois moins) et parmi les souris sauvages, l’âge, la longueur du corps et la masse étaient tous fortement corrélés (longueur et masse, corrélations de Pearson (bilatérales) r=0,79 ; âge et masse, r≥0,77 ; âge et longueur, r=0,58, P<0,001, n>80 pour les souris mâles et femelles séparément) (Données supplémentaires 2). Les souris sauvages avaient un âge médian de 6,6 semaines (intervalle 1-39,5) et de nombreux paramètres immunitaires étaient en corrélation avec l’âge et la taille, probablement en raison de l’exposition cumulative à l’infection (Données supplémentaires 2). Sur 62 mesures immunologiques, la plupart (57 mesures) différaient entre les souris sauvages et les souris de laboratoire (Tableau 1, Tableau 2, Tableau supplémentaire 2). Parmi les souris sauvages, il y avait très peu (6 sur 62 mesures) de différences immunologiques significatives entre les souris mâles et femelles, tandis que les souris de laboratoire étaient plus (18 sur 62 mesures) immunologiquement dimorphiques sexuellement (tableau 1, tableau 2, tableau supplémentaire 2).
Le génotypage multilocus montre que les souris sauvages HW constituent une population non structurée et génétiquement diversifiée (figure 1b, données supplémentaires 3). Les souris sauvages sont génétiquement distinctes de dix souches de souris de laboratoire, et les souches de laboratoire sont plus diverses génétiquement que les souris sauvages. Nous suggérons que cette relation génétique entre les souris sauvages et les souris de laboratoire s’explique par la mosaïque des génomes des souris de laboratoire4, par le fait que les souris de laboratoire ont été délibérément séparées les unes des autres pendant de nombreuses générations, et par le fait que les souches de laboratoire sont largement homozygotes.
Les souris sauvages portent une charge substantielle d’infection
Nous avons dépisté chez les souris sauvages des signes d’infection par des virus et par Mycoplasma pulmonis, ainsi que des signes d’infection par des ectoparasites et des nématodes intestinaux ; les fournisseurs ont confirmé que les souris de laboratoire étaient exemptes d’infection. La séroprévalence des différentes infections microbiennes allait de 22 % pour le virus minute à 92 % pour le parvovirus (n=153 pour les deux analyses ; tableau supplémentaire 3). Les souris sauvages étaient couramment infectées par le nématode oxyuride Syphacia spp. (prévalence 91 %) et par l’acarien Myocoptes musculinus (prévalence 82 %) (n=181 dans les deux cas). L’infection des souris sauvages était très fréquente : toutes les souris sauvages avaient été infectées par au moins un agent pathogène et seulement 5% (8 sur 153) étaient séronégatifs pour tous les virus et M. pulmonis. Il n’y avait aucun effet du sexe sur l’intensité ou la prévalence de l’infection (tableau supplémentaire 3).
Les souris sauvages ont des concentrations très élevées de protéines sériques
Chez les souris sauvages, les concentrations sériques d’IgG et d’IgE étaient respectivement 20 et 200 fois plus élevées que chez les souris de laboratoire (figure 2). Chez les souris sauvages, les concentrations d’IgE étaient significativement plus élevées chez les femelles que chez les mâles (tableau 1). En revanche, les concentrations fécales d’IgA ne différaient pas significativement entre les souris sauvages et les souris de laboratoire (Fig. 2, Tableau 1). Les souris sauvages présentaient également des concentrations sériques significativement plus élevées de protéines de phase aiguë, de composant P amyloïde sérique (SAP) et d’haptoglobine que les souris de laboratoire (Fig. 2, Tableau 1). Ces différences n’étaient pas dues à des concentrations de protéines sériques totales plus élevées chez les souris sauvages, car les concentrations d’alpha-1-antitrypsine (AAT) – un composant stable du sérum normal – ne différaient pas entre les souris sauvages et les souris de laboratoire (Fig. 2, Tableau 1).
Les concentrations en immunoglobulines G, E et A, et en protéines sériques SAP, haptoglobine et AAT des souris sauvages (ombrées) et de laboratoire (non ombrées) sont représentées sur une échelle log10. Les centres des boîtes sont les médianes, les limites des boîtes les 25e et 75e percentiles, les moustaches 1,5 fois l’écart interquartile, et les valeurs aberrantes sont représentées par des points. Les astérisques indiquent des différences significatives comme ***P<0,001 (test U de Mann-Whitney ; tableau 1), et § indique qu’il existe des effets supplémentaires liés au sexe détaillés dans le tableau 1. La taille des échantillons est indiquée dans le tableau 1 et les données supplémentaires 1.
Les souris sauvages étaient plus hétérogènes dans leurs concentrations d’immunoglobulines et de protéines de phase aiguë par rapport aux souris de laboratoire (Fig. 2, tableau 1, tableau supplémentaire 4). Bien que les concentrations de SAP de base soient partiellement déterminées génétiquement13, la corrélation significative entre les concentrations de SAP et d’haptoglobine (corrélations de Pearson (bilatérales) r=0,41, P<0,0001, r=0,33, P=0,004 pour 96 mâles et 77 femelles, respectivement ; Données supplémentaires 2) suggère que l’inflammation et/ou l’infection sont les moteurs probables de cette hétérogénéité. Chez les souris sauvages, les concentrations sériques d’IgG et d’IgE étaient significativement et positivement corrélées avec l’âge (corrélation de Pearson (bilatérale) r>0,2, P<0,05, n≥79 ; Données supplémentaires 2) reflétant probablement une exposition cumulative à l’infection. Cela peut être vu explicitement pour les concentrations d’IgE qui étaient significativement corrélées positivement avec le nombre d’infections microbiennes chez les souris sauvages mâles (corrélation de Pearson (bilatérale) r=0,23, P=0,036, n=80 ; Données supplémentaires 2). Chez les souris sauvages femelles, la concentration fécale d’IgA était fortement corrélée au nombre d’infections microbiennes et au nombre d’acariens (infections microbiennes corrélations de Pearson (bilatérales) r=0,58, P<0,0001, n=35 ; nombre d’acariens r=-0,380, P=0,01, n=45 ; Données supplémentaires 2).
Les splénocytes des souris sauvages diffèrent de ceux des souris de laboratoire
Les rates des souris sauvages étaient beaucoup plus petites (environ un tiers de la masse) que celles des souris de laboratoire et contenaient beaucoup moins (environ un cinquième du nombre) de leucocytes mononucléaires viables (tableau 1). Plus surprenant encore, les rates des souris sauvages étaient significativement plus petites proportionnellement (c’est-à-dire par rapport à la masse corporelle) que celles des souris de laboratoire (tableau 1).
La quantification et la caractérisation par cytométrie en flux ex vivo des populations de cellules de la rate (figures 3, 4, 5, 6, figure supplémentaire. 1) ont révélé que les souris sauvages présentaient un nombre absolu de cellules T, de cellules B, de cellules NK, de cellules dendritiques, de macrophages et de neutrophiles inférieur à celui des souris de laboratoire, ce qui est cohérent avec leur nombre absolu inférieur de cellules mononucléaires spléniques (données supplémentaires 1). Mais, proportionnellement, la rate des souris sauvages contenait beaucoup plus de lymphocytes T, un rapport lymphocytes T:B plus élevé et plus de cellules myéloïdes CD11b+, mais moins de cellules NK et de cellules dendritiques que les souris de laboratoire (tableau supplémentaire 2) ; le rapport lymphocytes T CD4+ : CD8+ était également significativement plus élevé chez les souris sauvages que chez les souris de laboratoire. Ces différences sont cohérentes avec l’accumulation de cellules T auxiliaires et de cellules phagocytaires dans la rate des souris sauvages en réponse aux infections systémiques.
La stratégie de déclenchement de la cytométrie en flux et les proportions des sous-ensembles de cellules T CD3+ chez les souris sauvages (ombrées) et de laboratoire (non ombrées) pour (a) les cellules CD4+, (b) les cellules Treg CD4+, (c) les cellules CD8+ et leur état de maturation et (d) les cellules CD8+ différenciées terminales. Les cellules mémoires effectrices/effectives CD4+ et CD8+ sont définies comme CD62L- CD44hi et les cellules mémoires centrales sont CD62L+ CD44hi. Les centres des boîtes sont les médianes, les limites des boîtes les 25e et 75e percentiles, les moustaches 1,5 fois l’écart interquartile et les valeurs aberrantes sont représentées par des points. Les astérisques indiquent des différences significatives comme *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001 (test U de Mann-Whitney ; tableau supplémentaire 2), et § indique qu’il existe des effets supplémentaires liés au sexe détaillés dans le tableau supplémentaire 2. La stratégie de sélection des lymphocytes CD3+ est présentée dans la figure supplémentaire 1. La taille des échantillons est indiquée dans le tableau supplémentaire 2 et les données supplémentaires 1.
(a) La stratégie de marquage par cytométrie en flux pour caractériser les cellules B CD19+ en tant que cellules B naïves (N), mémoire (M) ou centre germinal (G) chez les souris sauvages et de laboratoire, et (b) les proportions de ces trois sous-populations, (c) leur expression du CMH de classe II et (d) la liaison de l’ANP, cette dernière étant représentée sur une échelle log10. Les souris sont sauvages (ombrées) et de laboratoire (non ombrées). Les centres des boîtes sont les médianes, les limites des boîtes les 25e et 75e percentiles, les moustaches 1,5 fois l’écart interquartile et les valeurs aberrantes sont représentées par des points. Les astérisques indiquent des différences significatives comme **P<0,01, ***P<0,001 (test U de Mann-Whitney ; tableau supplémentaire 2), et § indique qu’il existe des effets supplémentaires liés au sexe détaillés dans le tableau supplémentaire 2. La taille des échantillons est indiquée dans le tableau supplémentaire 2 et les données supplémentaires 1. La stratégie de gating pour les lymphocytes CD19+ est présentée dans la figure supplémentaire 1.
(a) La stratégie de gating en cytométrie de flux pour identifier les cellules myéloïdes CD11b+ CD11c- et la proportion de cellules myéloïdes parmi les leucocytes spléniques chez les souris sauvages (ombrées) et de laboratoire (non ombrées), (b) gating des cellules myéloïdes sur l’expression F4/80 et Ly6G pour définir M1 (macrophages résidents des tissus), M2 (monocytes), M3 (cellules myéloïdes hypergranulocytaires, HGMC) et M4 (leucocytes polymorphonucléaires, PMN) sous-ensembles, (c) expression Ly6G confirmant la présence de trois populations cellulaires chez les souris de laboratoire et quatre populations chez les souris sauvages, (d) caractéristiques de diffusion latérale des populations M1-M4 chez les souris sauvages (ombrées, n≥115) et de laboratoire (non ombrées n≥57) ; noter que trop peu de cellules étaient présentes dans la porte M3 chez les souris de laboratoire pour déterminer avec précision une statistique de diffusion latérale, (e) caractéristiques de diffusion des cellules M3 (à gauche) et M4 (à droite), révélant une population de neutrophiles à faible diffusion vers l’avant (M5) et une population de cellules suppressives dérivées myéloïdes à forte diffusion vers l’avant (M6) parmi les cellules M4, (f) proportions des sous-populations M1, M2, M3 et M4 parmi la population de cellules myéloïdes chez les souris sauvages (grisées) et les souris de laboratoire (non grisées), et (g) marquage des cellules dendritiques CD11c+ et leurs proportions parmi les splénocytes chez les souris sauvages et les souris de laboratoire. Pour les diagrammes en boîte, les centres des boîtes sont les médianes, les limites des boîtes les 25e et 75e percentiles, les moustaches 1,5 fois l’écart interquartile et les valeurs aberrantes sont représentées par des points. Les astérisques indiquent des différences significatives comme *P<0,05, ***P<0,001 (test U de Mann-Whitney ; tableau supplémentaire 2), et § indique qu’il existe des effets supplémentaires liés au sexe détaillés dans le tableau supplémentaire 2. La taille des échantillons est indiquée dans le tableau supplémentaire 2 et les données supplémentaires 1.
(a) La stratégie de gating de cytométrie en flux utilisant l’expression de CD27 et CD11b pour classer les cellules NK spléniques NKp46+ CD3- de souris sauvages et de laboratoire dans les stades 1-4 de maturité, (b) les proportions de cellules NK à chacun de ces stades, chez les souris sauvages (grisées) et de laboratoire (non grisées), et l’expression de (c) CD69 et (d) KLRG1 par chaque sous-ensemble (tableau 2). Sont également illustrées (e-h) les stratégies de sélection des récepteurs Ly49 et les proportions de cellules NK exprimant, (e) différentes combinaisons de Ly49D et Ly49G2, (f) Ly49D, (g) Ly49G2 (les cellules Ly49G2+ sont réparties en cellules Ly49G2-, Ly49G2low et Ly49G2high) et (h) Ly49H. Les souris sauvages sont représentées par des box plots ombrés, les souris de laboratoire par des box plots non ombrés. Les centres des boîtes sont les médianes, les limites des boîtes les 25e et 75e percentiles, les moustaches 1,5 fois l’écart interquartile et les valeurs aberrantes sont représentées par des points et certains axes sont sur une échelle log10. Les astérisques indiquent des différences significatives comme **P<0,01, ***P<0,001 (test U de Mann-Whitney ; tableau 2), et § indique qu’il existe des effets supplémentaires liés au sexe détaillés dans le tableau 2. La stratégie de sélection des lymphocytes NKp46+ CD3- est présentée dans la figure supplémentaire 1. La taille des échantillons est indiquée dans le tableau 2 et les données supplémentaires 1.
Le statut des cellules T CD4+ et CD8+ était nettement différent entre les souris sauvages et les souris de laboratoire. En ce qui concerne les cellules T CD4+, les proportions de cellules mémoire effecteur/effecteur (CD62L- CD44hi) et mémoire centrale (CD62L+ CD44hi) étaient nettement plus élevées (et donc proportionnellement moins de cellules naïves, CD62L+ CD44low) chez les souris sauvages que chez les souris de laboratoire (tableau supplémentaire 2, figure 3a). Bien que les proportions de cellules T CD4+ qui étaient des cellules Treg Foxp3+ CD25+ étaient marginalement plus élevées chez les souris sauvages que chez les souris de laboratoire (tableau supplémentaire 2, figure 3b), cela n’a pas suffi à compenser la proportion beaucoup plus importante de cellules T CD4+ effectrices, de sorte que les rapports entre les cellules T CD4+ effectrices et les Tregs étaient significativement plus élevés chez les souris sauvages que chez les souris de laboratoire (tableau supplémentaire 2).
Consistant avec l’idée que le défi pathogène fréquent ou persistant entraîne l’expansion des sous-ensembles de cellules T CD4+ et CD8+ expérimentées en matière d’antigène chez les souris sauvages, il y avait des corrélations positives significatives entre les proportions de cellules T CD4+ et CD8+ effectrices et l’âge chez les souris sauvages femelles (corrélations de Pearson (à deux extrémités) âge et CD4+ effectrices r=0,62, P<0,0001, n=51 ; âge et CD8+ effecteurs r=0,49, P<0,0001, n=50 ; Données supplémentaires 2). Il est intéressant de noter que ces paramètres n’étaient pas fortement corrélés avec l’âge chez les souris sauvages mâles (corrélation de Pearson (bilatérale) r<0,1, P>0,05, n=66), ce qui indique des stratégies immunologiques différentes chez les souris mâles et femelles dans la nature.
Contrairement au statut hautement amorcé/effecteur des cellules T spléniques, les lymphocytes B CD19+ des souris sauvages avaient principalement un phénotype naïf. Nous avons classé les lymphocytes B CD19+ spléniques en cellules naïves (CD38+ IgD+), à mémoire (CD38+ IgD- GL7-) ou à centre germinal (CD38lo IgD- GL7hi)14, et nous avons identifié les cellules récemment activées et expérimentées en matière d’antigène par leur expression du CMH de classe II et la fixation de l’agglutinine de cacahuète (PNA ; indiquant l’expression du récepteur PNA, PNA-R)15 (Fig. 4a). Malgré leurs concentrations très élevées d’immunoglobulines sériques, les rates des souris sauvages contenaient des proportions significativement plus élevées de cellules B naïves (et, réciproquement, des proportions significativement plus faibles de cellules B mémoires) que les souris de laboratoire (Fig. 4b,c). Cette observation initialement contre-intuitive reflète probablement la réaffectation des cellules B expérimentées en matière d’antigène de la rate à la moelle osseuse, à d’autres tissus lymphoïdes ou aux sites d’infection, ainsi que le repeuplement continu de la rate par des cellules B naïves dérivées de la moelle osseuse. Les souris sauvages avaient proportionnellement plus de cellules B du centre germinal dans leur rate que les souris de laboratoire et la liaison PNA était comparativement plus élevée sur tous les sous-ensembles de cellules B chez les souris sauvages, ce qui est cohérent avec une activation récente15 (Fig. 4d, Tableau supplémentaire 2). Ensemble, ces résultats indiquent une rotation élevée des cellules B CD19+ activées dans la rate des souris sauvages.
Les souris sauvages ont une population de cellules myéloïdes inconnue jusqu’à présent
Nous avons ensuite identifié les cellules myéloïdes comme CD11b+ CD11c- (Fig. 5a) et analysé leur expression de F4/80 et Ly6G, révélant quatre sous-populations de cellules F4/80+, désignées M1-M4 (Fig. 5b-d). Il s’agit des macrophages résidents des tissus F4/80+ Ly6G- (M1), des monocytes/macrophages de la pulpe rouge F4/80+ Ly6Glow (M2) et des cellules polymorphonucléaires (PMN) F4/80+/-Ly6Ghigh (M4). La population de PMN M4 a pu être divisée en neutrophiles et en cellules suppressives dérivées des myéloïdes sur la base de leurs caractéristiques de diffusion avant et latérale (Fig. 5e). Il est important de noter que chez les souris sauvages, mais pas chez les souris de laboratoire, nous avons identifié une population supplémentaire de cellules F4/80+ exprimant des niveaux de Ly6G qui sont intermédiaires entre les monocytes/macrophages et les PMN (M3). Pour autant que nous le sachions, il s’agit d’une nouvelle population de cellules non décrites précédemment, que nous avons appelée cellules myéloïdes hyper-granulocytaires (HGMC) sur la base de leurs caractéristiques de diffusion vers l’avant et vers l’extérieur (Fig. 5c-e). Bien qu’il existe de légères différences dans les niveaux d’expression de Ly6G entre les populations M2 et M3/M4 chez les souris sauvages et de laboratoire (Fig. 5c), l’analyse de chaque population en fonction de CD11b, CD11c et de la diffusion directe et latérale a confirmé que les populations M2 des souris sauvages et de laboratoire sont identiques et que la population Ly6Ghigh des souris de laboratoire est équivalente à la population M4 des souris sauvages (Fig. 5d). La comparaison de la diffusion latérale pour chaque population confirme également que la population M3 hypergranulocytaire à forte diffusion latérale n’est effectivement observée que chez les souris sauvages (Fig. 5f). La signification fonctionnelle de ces cellules est encore inconnue, mais leur découverte souligne que l’étude des souris de laboratoire ne révèle pas nécessairement tout l’arsenal du système immunitaire.
Les souris sauvages avaient non seulement proportionnellement plus de cellules myéloïdes CD11b+ CD11c- dans leur rate que les souris de laboratoire mais, au sein de la population myéloïde, les PMN et les HGMC étaient enrichis aux dépens des macrophages et des monocytes (Fig. 5a,f, Tableau supplémentaire 2). L’expansion et/ou l’accumulation des neutrophiles et des HGMC dans la rate des souris sauvages est cohérente avec une exposition récente ou actuelle à l’infection chez les souris sauvages. Les cellules dendritiques CD11c+ spléniques étaient proportionnellement plus rares chez les souris sauvages que chez les souris de laboratoire (Fig. 5g, Tableau supplémentaire 2).
Les cellules NK des souris sauvages sont fortement activées
Nous avons caractérisé les cellules NKp46+ CD3ɛ- (Fig. 6) en tant que cellules matures précoces (stade 1), moyennes (stade 2), tardives (stade 3) ou complètes (stade 4) par l’expression de CD27 et CD11b (Fig. 6a). Les souris sauvages présentaient des proportions plus élevées de cellules de stade 1 et de stade 2 et des proportions plus faibles de cellules NK spléniques de stade 3 et de stade 4, ce qui se traduit par des ratios de cellules NK précoces/moyennes par rapport aux cellules NK tardives/matures significativement plus élevés que chez les souris de laboratoire (Fig. 6b, Tableau 2). L’expression du marqueur d’activation récente/précoce CD69 était plus élevée sur tous les sous-ensembles de cellules NK de souris sauvages par rapport aux souris de laboratoire (Fig. 6c, Tableau 2) mais, à l’exception des cellules de stade 1, l’expression du marqueur de différenciation terminale KLRG1 avait tendance à être plus faible (Fig. 6, Tableau 2). Ensemble, ces données sont cohérentes avec l’activation, l’auto-renouvellement et l’expansion homéostatique16, et donc des taux de renouvellement plus élevés, des cellules NK spléniques des souris sauvages par rapport aux souris de laboratoire.
Nous avons ensuite exploré l’expression de la famille Ly49 des récepteurs régulateurs de la lectine de type C sur les cellules NK (Fig. 6e-h) en partant du principe que l’expression stochastique des membres de la famille des récepteurs Ly49 sur les cellules NK individuelles, combinée à la diversité génétique de la population, pourrait entraîner une hétérogénéité des cellules NK au sein d’un même individu et une variation importante du phénotype des cellules NK entre les individus11. Les récepteurs Ly49 inhibiteurs reconnaissent l’auto-MHC de classe I et empêchent les cellules NK de tuer les cellules saines, tandis que les récepteurs Ly49 qui reconnaissent les ligands associés aux pathogènes conduisent à l’activation des cellules NK et à la destruction des cellules infectées ; l’exemple le mieux décrit est la liaison de Ly49H à la glycoprotéine m157 du cytomégalovirus murin (MCMV) qui médiatise l’immunité protectrice contre le MCMV (réf. 17).
Nous avons analysé l’expression de deux récepteurs activateurs (Ly49D et Ly49H) et d’un récepteur inhibiteur (Ly49G2). Pour la plupart des souris de laboratoire C57BL/6, les cellules NK exprimaient Ly49D, Ly49G et Ly49H (Fig. 6e-h), 5 à 45 % des cellules NK exprimant chacun des récepteurs, ce qui correspond aux rapports précédents18. En revanche, très peu de souris sauvages présentaient des cellules NK Ly49H+ (10%, n=125, ≥1% des cellules Ly49H+, Données supplémentaires 1), ce qui suggère que le gène codant pour ce récepteur est rare dans cette population de souris sauvages ou que la variation allélique empêche la reconnaissance par l’anticorps anti-Ly49H. Nous avons génotypé des souris au locus Ly49h pour une délétion qui est associée à la susceptibilité au MCMV (réf. 17), et nous avons constaté que 18 % des souris sauvages étaient homozygotes pour cette délétion (intervalle de confiance de 95 %, 9,5-30 %, n=98 souris du site HW ; fréquence de l’allèle de délétion 0,42 en supposant un équilibre de Hardy-Weinberg). Cela contribue probablement en partie à la rareté des cellules NK Ly49H+ chez les souris sauvages, mais soulève des questions quant à la présence d’autres allèles nuls au locus Ly49h, et si d’autres récepteurs peuvent compenser l’absence de Ly49H chez les souris sauvages, en particulier compte tenu de la prévalence élevée du MCMV dans les populations de souris sauvages, rapportée à 62 et 79 % (réf. 19, 20). L’absence apparente de Ly49H chez les souris sauvages peut expliquer leur expression beaucoup plus fréquente du récepteur activateur alternatif Ly49D et suggère qu’il peut y avoir des différences importantes entre les souris sauvages et les souris de laboratoire dans les contributions des cellules NK à l’immunité fonctionnelle.
Nous avons identifié trois populations de cellules Ly49G2 : Ly49G2-, Ly49G2low et Ly49G2high (Fig. 6g). Chez les souris sauvages, la plupart des cellules Ly49G2+ étaient Ly49G2low, alors que chez les souris de laboratoire, les cellules Ly49G2high prédominaient. Cela suggère la présence d’allèles différents au locus codant Ly49G2 dans les populations sauvages et de laboratoire. Chez les souris de laboratoire, les différences inter-souches dans l’expression du récepteur Ly49G ont été liées à une variation allélique de l’activité du promoteur21 et peuvent influencer le seuil d’activation des cellules NK18. Ces données soutiennent l’idée qu’il existe une grande diversité allélique, jusqu’à présent non documentée, parmi les récepteurs Ly49, avec des conséquences probablement importantes pour la fonction des cellules NK dans la nature.
Nous avons voulu comprendre l’équilibre de l’expression des récepteurs Ly49 activateurs et inhibiteurs sur les cellules NK, et avons donc comparé les proportions de cellules NK exprimant ou non Ly49D et Ly49G2 (Fig. 6e). Les souris sauvages présentaient des proportions significativement plus élevées de cellules Ly49D+G- que les souris de laboratoire, tandis que les souris de laboratoire présentaient des proportions significativement plus élevées de cellules Ly49D-G+ que les souris sauvages (tableau 2), ce qui suggère que les cellules NK des souris sauvages peuvent avoir un seuil d’activation plus bas, bien que cela soit fortement influencé par le génotype du CMH de classe I et l’expression d’autres récepteurs Ly49 non testés ici. L’ensemble de ces résultats montre que les cellules NK des souris sauvages peuvent être, et sont, beaucoup plus facilement activées que celles des souris de laboratoire, ce qui peut être une réponse nécessaire à la charge pathogène élevée de l’environnement sauvage.
Les souris sauvages ont des réponses cytokines réduites aux PAMPs
A la lumière de l’état hautement activé du système immunitaire cellulaire des souris sauvages, nous avons mesuré la réponse immunitaire fonctionnelle en cultivant des splénocytes en présence de PAMPs (CpG, le ligand du TLR9 exprimé de façon endosomale ; PG, un agoniste du TLR2 ; LPS bactérien, un ligand du TLR4) et d’un mitogène (anticorps monoclonaux dirigés contre les molécules de surface des cellules T CD3 et CD28). Parmi les 45 comparaisons effectuées entre les souris sauvages et les souris de laboratoire (5 conditions de culture × 9 cytokines), seules 16 différences significatives entre les souris sauvages et les souris de laboratoire ont été observées, et dans 13 d’entre elles, les concentrations d’analytes étaient significativement plus faibles chez les souris sauvages (figure 7, données supplémentaires 1, tableau supplémentaire 5). Il convient de noter que les souris sauvages ont produit beaucoup moins d’IL-12 (p40 et p70) et moins d’IL-13 que les souris de laboratoire en réponse aux ligands liés aux agents pathogènes, et que la production d’IL-10 avait également tendance à être plus faible chez les souris sauvages, bien que cela ne soit significatif qu’au départ. Ces réponses cytokiniques comparativement déprimées contrastent fortement avec l’état immunitaire cellulaire hautement activé des souris sauvages. Nous supposons qu’une certaine forme de tolérance immunitaire innée peut fonctionner pour limiter le degré d’inflammation chez les souris sauvages exposées de façon chronique et élevée à des agents pathogènes. Les seules réponses cytokines qui étaient significativement plus élevées chez les souris sauvages que chez les souris de laboratoire étaient les réponses IFN-γ, IL-4 et MIP-2α aux anti-CD3/anti-CD28, ce qui est cohérent avec les proportions plus élevées de cellules T mémoires et effectrices chez les souris sauvages. Ces résultats suggèrent que les réponses aux cytokines innées, et leurs effets fonctionnels, pourraient devoir être réévalués chez les souris de laboratoire.
Les concentrations de neuf cytokines (IFN-γ, IL-1β, IL-4, IL-6, IL-10, IL-12p40, IL-12p70, IL-13, MIP-2α) produites par des lymphocytes spléniques stimulés par des anti-CD3/anti-CD28, CpG, LPS ou PG par rapport au contrôle RPMI chez des souris sauvages (grisées) et de laboratoire (non grisées), présentées sur une échelle log10. Les centres des boîtes sont les médianes, les limites des boîtes les 25e et 75e percentiles, les moustaches 1,5 fois l’écart interquartile, et les valeurs aberrantes sont représentées par des points. Les lignes horizontales en pointillé montrent la limite inférieure médiane de quantification définie à partir des courbes standard sur l’ensemble des plaques analysées pour chaque cytokine. Les astérisques indiquent des différences significatives : *P<0,05, **P<0,01, ***P<0,001 (test U de Mann-Whitney ; tableau supplémentaire 5). La taille des échantillons est indiquée dans les données supplémentaires 1 et le tableau supplémentaire 5.
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