| Best.-Nr. Y51 | OF Basismedium, 13x100mm Tube, 3ml | 20 oder 100 Röhrchen/Karton |
| Kat. Y57 | OF Traubenzucker, 13x100mm Röhrchen, 3ml | 20 oder 100 Röhrchen/Karton |
| Kat. Y58 | OF Fructose, 13x100mm Röhrchen, 3ml | 20 oder 100 Röhrchen/Karton |
| Best.-Nr. Y54 | OF Lactose, 13x100mm Röhrchen, 3ml | 20 oder 100 Röhrchen/Karton |
| Best.-Nr. Y52 | OF Maltose, 13x100mm Röhrchen, 3ml | 20 oder 100 Röhrchen/Karton |
| Best.-Nr. Y53 | OF Mannitol, 13x100mm Röhrchen, 3ml | 20 oder 100 Röhrchen/Karton |
| Best.-Nr. Y55 | OF Saccharose, 13x100mm Röhrchen, 3ml | 20 oder 100 Röhrchen/Karton |
| Best.-Nr. Y56 | OF Xylose, 13x100mm Tube, 3ml | 20 oder 100 Röhrchen/Karton |
VERWENDUNGSZWECK
Hardy Diagnostics OF Basal Medium wird für den Nachweis der Oxidation oder Fermentation von Kohlenhydraten durch Bakterien empfohlen.
ZUSAMMENFASSUNG
OF Basal Medium wurde von Hugh und Leifson entwickelt, um die Identifizierung von gramnegativen Bakterien auf der Grundlage ihrer Fähigkeit, ein bestimmtes Kohlenhydrat zu oxidieren oder zu fermentieren, zu unterstützen. (6)
Im Vergleich zu anderen OF-Medien verwendet die Formel von Hugh und Leifson ein niedriges Pepton/Kohlenhydrat-Verhältnis und eine minimale Menge an Agar. Die geringere Peptonmenge reduziert die Bildung von alkalischen Aminen, die letztlich die geringen Mengen an Säure maskieren können, die durch den oxidativen Stoffwechsel entstehen können. (5) Der erhöhte Kohlenhydratanteil führt zu einem Anstieg der Säuremenge, die gebildet werden kann. Die geringe Menge an Agar, die dem Medium zugesetzt wird, sorgt für eine halbfeste Struktur, die die Säure an der Reaktionsstelle konzentriert und damit die visuelle Interpretation der pH-Verschiebung erleichtert.
Zur ordnungsgemäßen Durchführung des OF-Tests muss ein Organismus in zwei Röhrchen jedes OF-Mediums beimpft werden. Nach der Inokulation wird ein Röhrchen mit Mineralöl oder geschmolzenem Paraffin überzogen. Das andere Röhrchen wird zur Luft hin offen gelassen.
Die oxidative Verwertung des Kohlenhydrats führt nur in dem offenen Röhrchen zur Säurebildung (gelb). Die fermentative Verwertung des Kohlenhydrats führt sowohl in der offenen als auch in der geschlossenen Röhre zur Säurebildung (gelb). Die sauren Veränderungen in den überlagerten Röhren werden als Ergebnis einer echten Fermentation angesehen, während die saure Entwicklung in den offenen Röhren auf die oxidative Verwertung des vorhandenen Kohlenhydrats zurückzuführen ist. Asaccharolytische Organismen werden in beiden Röhren keine Säure produzieren.
FORMEL
Zutaten pro Liter entionisiertes Wasser:*
| Natriumchlorid | 5.0gm |
| Pankreasverdauung von Casein | 2.0gm |
| Dikaliumphosphat | 0.3gm |
| Bromothymol Blau | 0.08gm |
| Agar | 2.0gm |
Zusätzlich enthält OF Media mit Kohlenhydrat 10.0gm/L spezifisches Kohlenhydrat.
End-pH-Wert 6,8 +/- 0,2 bei 25ºC.
* Angepasst und/oder ergänzt nach Bedarf, um die Leistungskriterien zu erfüllen.
LAGERUNG UND HALTBARKEIT
Lagerung: Nach Erhalt bei 2-8 ºC lagern. (außer Kat.-Nr. Y51, bei 2-30ºC lagern), vor direktem Licht geschützt. Die Medien sollten nicht verwendet werden, wenn sie Anzeichen von Kontamination oder Verfall aufweisen oder wenn das Verfallsdatum überschritten ist. Das Produkt ist licht- und temperaturempfindlich; vor Licht, übermäßiger Hitze und Gefrieren schützen.
VORSICHTSMASSNAHMEN
Probenentnahme: Die Probenentnahme entfällt, da dieses Medium nicht für die Primärisolierung aus klinischen Proben bestimmt ist. Generell gilt, dass infektiöses Material ohne Verzögerung direkt an das Labor geschickt und vor übermäßiger Hitze und Kälte geschützt werden sollte. Wenn sich die Bearbeitung verzögert, sollte die Probe auf ein geeignetes Transportmedium geimpft und bis zur Inokulation gekühlt werden. Informationen zur Probenentnahme finden Sie in den aufgeführten Referenzen. (1-5)
Methode der Anwendung:
1. Medien auf Raumtemperatur ausgleichen lassen.
2. Reine, isolierte Kolonien aus einer 18-24-stündigen Kultur gewinnen.
3. für jeden Testorganismus Röhrchen in zweifacher Ausführung beimpfen. Inokulieren Sie, indem Sie den Agar bis etwa 1/4 Zoll vom Boden einstechen.
4. Steriles Mineralöl, steriles geschmolzenes Paraffin oder sterile geschmolzene Vaseline auf eines der doppelten Röhrchen auftragen. Ziehen Sie die Kappe des überlagerten Röhrchens fest, und lösen Sie die Kappe des nicht überlagerten Röhrchens.
5. Bebrüten Sie beide Röhrchen aerob bei 35 ºC für bis zu 14 Tage.
6. Untersuche die Röhrchen täglich.
7. Ein Kontrollröhrchen mit OF-Basismedium (Kat.-Nr. Y51) sollte beimpft und parallel zu den OF-Tests bebrütet werden.
INTERPRETATION DER ERGEBNISSE
Ein positiver Kohlenhydratverwertungstest wird durch die Entwicklung einer gelben Farbe im Medium angezeigt.
Ein negativer Kohlenhydratverwertungstest wird durch das Fehlen einer gelben Farbe angezeigt (das Medium bleibt grün oder wird blau).
Die Art des Stoffwechsels wird wie folgt bestimmt:
| Kohlenhydratverwertung | offenes Röhrchen (kein Overlay) |
geschlossenes Röhrchen (Öl-Overlay) |
| Oxidation | Positiv (Gelb) | Negativ (Grün) |
| Fermentation | Positiv (Gelb) | Positiv (Gelb) |
| NichtOxidationsmittel/Nicht-Fermenter | Negativ (Grün oder Blau) | Negativ (Grün) |
| Sowohl Oxidation als auch Fermentation | Positiv (Gelb) | Positiv (Gelb) |
Anmerkung: Die Farbreaktionen sollten mit dem OF-Basismedium (Kat. Nr. Y51) Kontrollröhrchen verglichen werden.
EINSCHRÄNKUNGEN
Organismen, die nur Traubenzucker oxidieren, vergären keine anderen Kohlenhydrate. Andere Kohlenhydrate werden nur oxidiert. Das überlagerte (geschlossene) Rohr kann daher bei der Bestimmung der Verwertung anderer Kohlenhydrate durch solche Organismen weggelassen werden.
Einige Mikroorganismen wachsen nicht in OF-Basalmedium. Es kann notwendig sein, ein anderes Basalmedium mit Dextrose zu verwenden, um die negative Reaktion zu bestätigen.
Einige Mineralöle sind sauer und können zu fehlerhaften Ergebnissen führen.
ERFORDERLICHE, ABER NICHT VORGESEHENE MATERIALIEN
Mikrobiologisches Standardmaterial und -ausrüstung wie Schleifen, andere Nährböden, Tupfer, steriles Mineralöl, Applikatorstäbchen, Verbrennungsapparate und Inkubatoren usw. sowie serologische und biochemische Reagenzien werden nicht bereitgestellt.
QUALITÄTSKONTROLLE
| Testorganismen | Inokulationsmethode* | Inkubation | Ergebnisse | ||
| Zeit | Temperatur | Atmosphäre | |||
| Basismedium: | |||||
| Escherichia coli ATCC® 25922 |
D | 18-48hr | 35°C | Aerob | Wachstum; keine Farbveränderung (Oberteil kann nach 48 Stunden blau werden) im offenen Röhrchen und im ölüberzogenen Röhrchen |
| von Dextrose: | |||||
| Escherichia coli ATCC® 25922 |
D | 18-24hr | 35°C | Aerobes | Wachstum; saure (gelbe) Reaktion und Gas in offenem Rohr und in ölüberzogenem Rohr |
| Pseudomonas aeruginosa ATCC® 27853 |
D | 18-24hr | 35°C | Aerob | Wachstum; saure (gelbe) Reaktion im offenen Röhrchen; keine Veränderung im ölüberlagerten Röhrchen |
| von Fructose: | |||||
| Klebsiella pneumoniae ATCC® 13883 |
D | 18-24hr | 35°C | Aerobes | Wachstum; saure (gelbe) Reaktion im offenen und ölüberzogenen Rohr |
| Branhamella (Moraxella) catarrhalis ATCC® 25240 |
D | 18-24hr | 35°C | Aerobes | Wachstum, negative Gärung und Oxidation – grün |
| von Laktose: | |||||
| Enterobacter cloacae ATCC® 23355 |
D | 18-24hr | 35°C | Aerob | Wachstum; saure (gelbe) Reaktion im offenen und ölüberzogenen Rohr |
| Branhamella (Moraxella) catarrhalis ATCC® 25240 |
D | 18-24hr | 35°C | Aerobes | Wachstum; negative Oxidation und Gärung-grün |
| von Maltose: | |||||
| Klebsiella pneumoniae ATCC® 13883 |
D | 18-24hr | 35°C | Aerob | Wachstum; saure (gelbe) Reaktion im offenen und ölüberzogenen Röhrchen |
| Branhamella (Moraxella) catarrhalis ATCC® 25240 |
D | 18-24hr | 35°C | Aerobes | Wachstum; keine Farbveränderung in beiden Röhrchen | von Mannitol: |
| Enterococcus faecalis ATCC® 29212 |
D | 18-24h | 35°C | Aerob | Wachstum: saure (gelbe) Reaktion im offenen und ölüberzogenen Röhrchen |
| Escherichia coli ATCC® 25922 |
D | 18-24hr | 35°C | Aerobes | Wachstum; saure (gelbe) Reaktion im offenen und ölüberzogenen Rohr |
| Branhamella (Moraxella) catarrhalis ATCC® 25240 |
D | 18-24hr | 35°C | Aerobes | Wachstum, negative Oxidation und Gärungsreaktionen – grün |
| von Saccharose: | |||||
| Enterobacter aerogenes ATCC® 13048 |
D | 18-24hr | 35°C | Aerob | Wachstum; saure (gelbe) Reaktion im offenen und ölüberzogenen Rohr |
| Branhamella (Moraxella) catarrhalis ATCC® 25240 |
D | 18-24hr | 35°C | Aerobes | Wachstum; negative Oxidation und Gärung – grün |
| von Xylose: | |||||
| Enterobacter aerogenes ATCC® 13048 |
D | 18-24hr | 35°C | Aerob | Wachstum; saure (gelbe) Reaktion im offenen und ölüberzogenen Rohr |
| Branhamella (Moraxella) catarrhalis ATCC® 25240 |
D | 18-24hr | 35°C | Aerobes | Wachstum; negative Oxidation und Gärung – grün |
Benutzer-Qualitätskontrolle
PHYSIKALISCHES ERSCHEINUNGSBILD
Das Basismedium sollte leicht opalisierend erscheinen und eine grüne Farbe haben.
Escherichia coli (ATCC® 25922) wächst in oxidativ-fermentativen Basismedien (Kat. Nr. Y51) und OF Dextrose (Kat. Nr. Y57). In zweifacher Ausfertigung beimpft, wobei eine der beiden Ausfertigungen mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) beschichtet wurde. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Overlay-Röhrchen hatten festsitzende Deckel).
Shigella flexneri (ATCC ® 12022) wächst in Oxidativ-Fermentative Base (Kat. Nr. Y51) und OF Dextrose (Kat. Nr. Y57) Medien. In zweifacher Ausfertigung beimpft, wobei ein Exemplar mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) beschichtet wurde. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Überlagerungsröhrchen hatten festsitzende Deckel).
Pseudomonas aeruginosa (ATCC ® 27853) wächst in Oxidativ-Fermentative Base (Kat.-Nr. Y51) und OF Dextrose (Kat.-Nr. Y57) Medien. In zweifacher Ausfertigung beimpft, mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) als Overlay auf einem der beiden Duplikate. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Überlagerungsröhrchen hatten festsitzende Deckel).
Klebsiella pneumoniae (ATCC ® 13883) wächst in Oxidativ-Fermentative Base (Kat. Nr. Y51) und OF Fructose (Kat. Nr. Y58) Medien. In zweifacher Ausfertigung beimpft, wobei ein Exemplar mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) beschichtet wurde. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Überlagerungsröhrchen hatten festsitzende Deckel).
Branhamella (Moraxella) catarrhalis (ATCC ® 25240) wächst in Oxidativ-Fermentative Base (Kat. Nr. Y51) und OF Fructose (Kat. Nr. Y58) Medien. In zweifacher Ausfertigung beimpft, wobei ein Exemplar mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) beschichtet wurde. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Überlagerungsröhrchen hatten festsitzende Deckel).
Enterobacter cloacae (ATCC ® 23355) wächst in Oxidativ-Fermentative Base (Kat. Nr. Y51) und OF Lactose (Kat. Nr. Y54) Medien. In zweifacher Ausfertigung beimpft, wobei ein Exemplar mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) überzogen wurde. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Überlagerungsröhrchen hatten festsitzende Deckel).
Branhamella (Moraxella) catarrhalis (ATCC ® 25240) wächst in Oxidativ-Fermentative Base (Kat. Nr. Y51) und OF Lactose (Kat. Nr. Y54) Medien. In zweifacher Ausfertigung beimpft, wobei eine der beiden Ausfertigungen mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) beschichtet wurde. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Überlagerungsröhrchen hatten festsitzende Deckel).
Enterococcus faecalis (ATCC ® 29212), der in Oxidativ-Fermentativen Basen (Kat. Nr. Y51) und OF Mannitol (Kat. Nr. Y53) wächst. In zweifacher Ausfertigung beimpft, wobei ein Exemplar mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) beschichtet wurde. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Überlagerungsröhrchen hatten festsitzende Deckel).
Escherichia coli (ATCC ® 25922), die in Oxidativ-Fermentative Base (Kat. Nr. Y51) und OF Mannitol (Kat. Nr. Y53) Medien wachsen. In zweifacher Ausfertigung beimpft, wobei eine der beiden Ausfertigungen mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) beschichtet wurde. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Überlagerungsröhrchen hatten festsitzende Deckel).
Branhamella (Moraxella) catarrhalis (ATCC ® 25240) wächst in Oxidativ-Fermentative Base (Kat.-Nr. Y51) und OF Mannitol (Kat.-Nr. Y53) Medien. In zweifacher Ausfertigung beimpft, wobei ein Exemplar mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) beschichtet wurde. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Überlagerungsröhrchen hatten festsitzende Deckel).
Klebsiella pneumoniae (ATCC ® 13883) wächst in Oxidativ-Fermentative Base (Kat.-Nr. Y51) und OF Maltose (Kat.-Nr. Y52) Medien. In zweifacher Ausfertigung beimpft, wobei ein Exemplar mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) überzogen wurde. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Überlagerungsröhrchen hatten festsitzende Deckel).
Branhamella (Moraxella) catarrhalis (ATCC ® 25240) wächst in Oxidativ-Fermentative Base (Kat. Nr. Y51) und OF Maltose (Kat. Nr. Y52) Medien. In zweifacher Ausfertigung beimpft, wobei ein Exemplar mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) beschichtet wurde. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Überlagerungsröhrchen hatten festsitzende Deckel).
Branhamella (Moraxella) catarrhalis (ATCC ® 25240) wächst in Oxidativ-Fermentative Base (Kat.-Nr. Y51) und OF Sucrose (Kat.-Nr. Y55) Medien. In zweifacher Ausfertigung beimpft, wobei ein Exemplar mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) beschichtet wurde. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Überlagerungsröhrchen hatten festsitzende Deckel).
Enterobacter aerogenes (ATCC ® 13048) wächst in Oxidativ-Fermentative Base (Kat.-Nr. Y51) und OF Sucrose (Kat.-Nr. Y55) Medien. In zweifacher Ausfertigung beimpft, wobei ein Exemplar mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) beschichtet wurde. 24 Stunden lang aerob bebrütet (die Overlay-Röhrchen hatten festsitzende Deckel) bei 35 ºC
Enterobacter aerogenes (ATCC ® 13048), der in den Medien Oxidativ-Fermentative Base (Kat. Nr. Y51) und OF Xylose (Kat. Nr. Y56) wächst. In zweifacher Ausfertigung beimpft, mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) als Overlay auf einem der beiden Duplikate. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Überlagerungsröhrchen hatten festsitzende Deckel).
Branhamella (Moraxella) catarrhalis (ATCC ® 25240) wächst in Oxidativ-Fermentative Base (Kat. Nr. Y51) und OF Xylose (Kat. Nr. Y56) Medien. In zweifacher Ausfertigung beimpft, wobei ein Exemplar mit Mineralöl (Kat. Nr. Z79) beschichtet wurde. 24 Stunden lang bei 35 ºC aerob bebrütet (die Überlagerungsröhrchen hatten festsitzende Deckel).
1. Anderson, N.L., et al. Cumitech 3B; Quality Systems in the Clinical Microbiology Laboratory, Coordinating ed., A.S. Weissfeld. Amerikanische Gesellschaft für Mikrobiologie, Washington, D.C.
2. Jorgensen, et al. Manual of Clinical Microbiology, American Society for Microbiology, Washington, D.C.
3. Tille, P., et al. Bailey and Scott’s Diagnostic Microbiology, C.V. Mosby Company, St. Louis, MO.
4. Isenberg, H.D. Clinical Microbiology Procedures Handbook, Vol. I, II & III. American Society for Microbiology, Washington, D.C.
5. Koneman, E.W., et al. Color Atlas and Textbook of Diagnostic Microbiology, J.B. Lippincott Company, Philadelphia, PA.
6. Hugh, R. und Leifson, E.J. 1953. Bacteriol.; 66:24-26.
ATCC ist eine eingetragene Marke der American Type Culture Collection.
IFU-10625